Schlechte neuigkeiten,
Das ist Periplaneta australasiae, subadult.
Eine der "tollsten" Schädlingsschaben die man sich nur vorstellen kann. Kommen besser mit trockenheit zurecht als Periplanetae americana. Hoffentlich hast du die nicht auch in der Küche, ein Albtraum loszuwerden.
MfG,
Wolfram
Servus Leute,
ich finde auch dass es so aussieht als ob die Epicuticula fehlt.
Eventulell war sie angelegt wurde aber durch irgend einen Grund nicht vor den Enzymen die das Innere der alten Haut auflößen geschützt? Das würde auch für die Stummelsetae etc. sprechen.
MfG,
Wolfram
Würde ich auch so sehen Pulch.
Hey,
ich kann Tristan nur zustimmen allerdings würde ich sagen ganz am Anfang, also wärend den ersten paar FH ist es umgekehrt, hier wachsen Spiderlinge schneller in kleinen Döschen. Dazu habe ich Erfahrungsberichte von sehr erfahrenen Haltern/Züchtern gelesen.
Ich würde sagen erst ab einer größe von ca. 2cm KL, genau kann ich das unmöglich sagen, macht es Sinn ihnen mehr Platz zu bieten.
Allerdings zeigt sich hier eindeutig, wenn man erfahrenen Züchtern vertraut, Studien gibt es nicht, dass kleinere Dosen dann das Wachstum verlangsamen, was sich vermutlich auch auf die Endgröße niederschlägt.
Andererseits zögern kühlere Temperaturen und weniger Futter die Häutungsintervalle auseinander was sich nicht umbedingt auf die Größe auswirken muss. Hier spalten sich die Meinungen noch.
Größenzuwachs pro Häutung scheint mir relevanter als die Zeit zwischen Häutungen, führt aber natürlich im direkten Vergleich zu einer scheinbar kleineren Spinne.
Ich würde persönlich ja behaupten dass wir erst alle Einflussfaktoren kennen müssen um realistisch genetische Einflüsse zu differenzieren, bevor in diese Richtung "gezüchtet" werden kann.
Sonst wundert sich der Käufer warum seine auf Größenwachstum selektierte Spinne kleiner ist als alle anderen XD.
Auch O2 Steigerung ist lediglich ein externer Faktor und meiner Ansicht nach nicht wirklich relevant. Womöglich könnte man regelmäßiges Lüften anraten XD.
MfG,
Wolfram
Hey Sebastian,
ich halte keine Springspinnen, nimm meine Antwort also mit einem Körnchen Salz.
Generell ist es schon schwer genug die einzelnen Lokalitäten, wie z.B. 'Bahamas White' mit ihren typischen Zeichnungen im Hobby zu erhalten, da sie bereits nach 2-3 Generationen Inzucht eingehen.
Züchter in den Staaten tun sich oft zusammen um für genügend genetischen Austausch sorgen zu können um die Lokalformen nicht alle paar Generationen wieder mit frischem Blut aus Wildfängen aufpfropfen zu müssen.
Jannik Eng kann dir mit Fragen zu Phiddipus und co. vermutlich am besten weiterhelfen.
Nochmal zurück zum Thema Hybride:
Ich glaube es freut sich wirklich niemand wenn hier innerhalb der Art zwischen den Localitäten hin und her gekreuzt wird, geschweige denn wenn jemand Hybridisierungsversuche zwischen verschiedenen Arten oder Gattungen durchführen möchte.
Ist für mich ein absolutes Taboo genau wie auch Farbzuchen oder so. Dadurch verödet man nur das genetische Erbgut der Population, genau wie mit Inzucht.
Wobei es meiner Ansicht nach zwischen Gattungen wohl eher keine lebensfähigen Nachkommen geben könnte. Wenn ich das richtig interpretiere ging es dir eigentlich eh um Kreuzungen zwischen Lokalitäten richtig?
MfG,
Wolfram
Was sind U-Hakerl?
Ist vermutlich einfach das österreichische Wort für Schlaufennagel.
Hey Thomas,
Ich hab die Idee selbst von einem guten Freund abgeschaut, der schon seit Jahrzehnen Schaben hält, und falls du die schwarze gelbäugige Zuchtformen von Periplaneta americana kennst, die Linien wurden beide von ihm aus natürlichen Mutationen herausgezüchtet und zu einer kombiniert.
Meine Imitation ist nicht perfekt, da meine Bretter zu dick sind, Ideal wären ca. 1cm dicke, sägerauhe Bretter die man mit eingenagelten U-Hakerl zu perfekt anschlichtbaren, langlebigen equivalenten der Eierkartons machen kann. Das würde dir im vergleich zu meiner Palletenkonstruktion noch mehr als 50% Gewicht sparen.
Von ihm habe ich auch gelernt dass die meißten Schabenarten mit ausgewogener Feuchtigkeit, richtigem Bodengrund, Laub und eben den vertikal angelehnten Holzracks viel gesünder leben als in den trockenen, rein auf Ertrag ausgelegten Zuchtboxen.
Das heißt nicht dass es so nicht auch so funktioniert, aber die Arbeit die erforderlich ist reduziert sich erheblich.
Wie du siehst sind meine Bretter viel zu groß und schwer, kleinere dünnere Bretter lassen sich viel leichter zur Entnahme von Schaben durch abklopfen in einen Behälter nutzen.
Wenn du dich für die Euroboxen entscheiden solltest muss ich dich auch warnen dass der Boden recht dünn und flexibel ist. Ich bin noch immer auf der Suche nach tiefen Euroboxen mit verstärktem Boden.
Eine andere option wären die großen Ikeaboxen, es gibt ja wieder die Klammern und wenn dir das noch zu undicht ist kann man auch eine Glasplatte nehmen, am besten mit Schiebeleisten, die schließen die Box dann wirklich dicht ab.
In der Regel ist die Entnahme nicht kritisch denn ein tiefer Atemhauch scheucht selbst Periplaneta americana lange genug zurück in ihre mit familiärem Duftstoff behafteten Bretterspalten um den Deckel kurz zu öffnen ohne dass sie einem entgegen flitzen. Geschlossen müsste der behälter dafür 100% dicht sein, denn Silikondichtung oder Gel wird einfach gefressen und eine Folie hält sie nicht lange ab.
Euroboxen wären für diese Art z.B. nicht dicht genug. Aber ich denke nur die mutigsten (bzw. verrücktesten 
) Schabenhalter trauen sich an so einen extremen Schädling.
Für Schellfordella lateralis sollte eine sehr tiefe Box reichen, wenn sie groß genug ist um die Bretter/Rinden innerhalb/über der Box in eine kleinere Absammelbox abzuklopfen sollte dir nichts entkommen können.
Ich denke das ist so ein Fall wo die Größe alles viel einfacher macht.
S. lateralis bevorzugt an sich eher feuchte Bedingungen, was aber ohne Laub und Bretter schnell zu einem Stinkenden, Schimmelnden Kartonsumpf führt. Und auch so sind sie geruchlich natürlich nicht zu unterschätzen. Ich habe mir gerade erst wieder einen Ansatz gekauft und dieses mal möchte ich die Methode selbst testen.
(Bislang habe ich sie immer nur verfüttert aber jetzt bin ich dabei einen Behälter für die Zucht vorzubereiten)
Und wie gesagt ich kann dir nur die
Edelstahlgaze empfehlen, dann kannst du nämlich in jeder beliebigen Box, in jeder Dimension, die gewünschte Belüftung einfügen. Und natürlich Buckelfliegendicht.
Hier das geniale Prinzip, nur mit ultraspezialisierten Werkzeugen (das geht auch günstiger).
Ich habe jetzt eine wirklich sehr robuste Schabenart über 3 Jahre, erfolgreich und ohne kippen, gehalten und vermehrt, aber das macht mich noch lange nicht zu einem Experten. Ernährungstechnisch muss ich wohl noch viel experimentieren 
, und auch mit anderen Arten fehlt mir die persönliche Erfahrung.
Ich freue mich aber immer auf den Schultern von Legenden stehen zu dürfen und gebe diesbezüglich auch immer gerne weiter was ich mit meinen eigenen Augen gesehen habe.
MfG,
Wolfram
Wie regelst Du das mit der Zufuhr von tierischem Eiweiss?
Zu tierischem Eiweiss vielleicht mal essentielle/semiessentielle Aminosäuren googeln.
Hey Gabor,
Warum fühle ich mich da angegriffen...
wenn ich bei dir vorher auch so angekommen bin, sorry, ich wollte nur klarstellen dass es viele Methoden gibt die funktionieren können.
Egal es scheint zumindest bislang, ca. 2 Jahre/2 Generationen auch ohne regelmäßige tierische Proteinzufuhr zu laufen.
Davor hab ich kleine Megen Fischflocken zugesetzt, war ok, aber um ehrlich zu sein sehe ich keine Unterschiede in der Gesundheit der Tiere. Plump und Gesund wirken sie, das ist mir wichtiger als irgend eine arbiträre Diät.
Minimal kommt sicher auch Protein in form von Insekten übers Laub in die Box, bzw über die Eierschalen von gekochten Eiern die ich ab und zu in kleinen Mengen zuführe)
Sie fressen jedenfalls ihre Altersschwachen toten sobald diese eingehen, ich hab dann keine Leichen im Behälter. Wenn man viel Protein zusätzt bleiben diese ehen liegen.
(Das macht auch einen Riesen Unterschied bezg. Buckelfliegen)
Ich geb dir natürlich recht dass es auch hier ein Gleichgewicht gibt, meines scheint gut zu laufen aber ich mag das für andere Arten falsch einschätzen.
Bzg. Aminosäuren muss dir natürlich klar sein dass die essenziellen Aminosäuren so NUR auf den Menschen definitiv ausgelegt sind. Leider konnte ich nicht herausfinden welche Aminosäuren für Lucihormetica verrucosa essenziel sind bzw. von ihnen nicht gebildet werden können. Das muss sich aber nicht zwangsläufig mit den für Menschen essenziellen/semiessenziellen β-Aminocarbonsäuren decken.
Kann natürlich sein das es bei anderen Schabenarten so nicht funktioniert. Aber es steht auch nichts im Wege einfach mit jeder Fütterung kleine Mengen Fischflocken zuzusetzen. Das würde ich dann beobachten und der Situation anpassen. Generell sollte man immer diese Flexibilität mitbringen bei Problemen eine Kursänderung durchführen zu können. Meine Polyphaga saussurai bekommen z.B. frisch getötete Zophobas oder Shelfordella als "Aas" das für ihre Ernährung wichtig ist.
Grüße,
Wolfram
Hey Thomas,
ich habe meine Lucihormetica verrucosa in den 3 Jahren nur 1 mal umgesetzt, und selbst dann war da eigentlich nichts grindiges drin. Das mag an der Schabenart liegen, die fressen wirklich alles, und eine neue Ladung Laub alle paar Wochen ist genug um alles Sauber zu halten.
Über die Zeit fressen sie sogar das Holz ab, das nimmt dann "Driftwood" Charakter an .
Durch einen Fehler sind mir einmal ein paar Zophobas Eier in ein bisschen Substrat hineingekommen, und es lebt jetzt auch eine kleine Population Zophobas darin, die ich versuche gezielt abzusammeln. Erfolglos aber zumindest sind es nur wenige.
Die Feuchtigkeit lässt sich rein durch das Futter steuern, ganz leicht feucht soll es sein. Wenn die Box austrocknet füttere ich mehr Karotten, Süßkartoffel, Mangokerne, oder Haferbrei. Zu feucht darf es nicht werden!!!
Wenn es anfängt feuchter zu werden bekommen sie eine Weile nur trockene Haferflocken.
Das ist meiner Ansicht nach der wichtigste Aspekt um es langfristig im Gleichgewicht zu halten.
Von Hundefutter/Fischfutter halte ich persönlich nichts, da es zu schnell mieft. Ist sicher sehr nährstoffreich wenn es dir darum geht die Tiere zu pushen, aber mir ist persönlich wichtiger, dass es keine Geruchsbelästigung gibt.
Es sollte erwähnt sein das Laub auch einen großen Teil ihrer Diät ausmacht und ich nur ca. 1-2 mal die Woche füttere und auch dann ist nur für ein paar Stunden Futter da. Laub haben sie dafür eigentlich immer und oh boy, das fressen sie wie Mähdrescher.
Keine Asseln, zumindest nicht gezielt, wobei zeitweise im Laub wohl allerhand hineinkommt. Kleine Schnecken im Laub werden von den Schaben auf jeden fall verspeißt... , das konnte ich schon beobachten und reguläre Asseln habe ich jetzt schon länger nichtmehr gesehen.
Funktioniert aber wohl nur so gut weil sie Lebendgebärend sind. Oothekenleger wären den Zophobas oder auch Asseln etc. hilflos ausgeliefert.
Eurokisten sind einfach super praktisch, aber ich suche noch nach möglichkeiten den Verschluss 100% dicht zu kriegen. Bei Arten die nicht gut klettern können funktionierts aber ich würde ohne Modifikationen keine Neupthera cinerea oder Periplaneta americana hineinsetzen.
Und natürlich gegen Fliegen jeder Art die feine Stahlgaze in der Belüftungsfläche, das ist ein MUSS.
Hoffe das hilft,
Wolfram
edit: Ich denke ein identes Setup würde auch genau so mit B. dubia funktionieren und auch für diese würde ich umbedingt große Mengen Laub mit auf den Speiseplan stellen.
Es sind Waldschaben, sie kommen nicht aus einer trockenen Karton/Hundefutter Wüste 
.
Servus Zusammen,
ich muss da einem Kommentar wiedersprechen. Ich sehe keinen Unterschied zwischen dem gezeigten Setup und "Irgendwelchen Kisten". Die Einrichtung macht den Unterschied, nicht der Behälter.
Ich denke wenn ich einmal selbst ENZ einer Poecilotheria Art hätte würde ich es auch ausprobieren.
Oder zumindest einen Teil gemeinsam aufziehen.
Es wiederspricht mir aber irgendwie eine Gruppe für so ein Experiment zu kaufen.
Wir werden sehen, vielleicht lässt sich ja in der Zukunft eine 50/50 Kokonbeteiligung mit meinem P. miranda Männchen machen, dann könnte ich es selbst testen.
MfG,
Wolfram
Danke Irene,
das hilft mir sehr, denn es ist leider nicht immer möglich die Aussagen in Foren auf Richtigkeit zu überprüfen.
LG,
Wolfram
Hey Irene,
da ich das Buch auf die schnelle nicht lesen kann, entspricht der Post (https://arachnoboards.com/thre…munal.280473/post-2433819) in etwa den Angaben des Autors?
MfG,
Wolfram
P. regalis ist neben P. miranda wohl auch die Art, die am besten gruppentauglich ist.
Gruß, Irene
Das habe ich jetzt auch schon von vielen Seiten gehört, ich habe aber noch nie direkte Berichte zu der Art in Gruppenhaltung gelesen.... hast du vielleicht einen Link?
Generell würde mich auch andere Erfahrungsberichte über Poecilotheria sp. in Gruppenhaltung interessieren, ich hab nämlich schon viel zu Fehlschlägen gelesen aber "Erfolge" scheinen seltener zu sein....
Viele Grüße,
Wolfram
Oder einfach Hungrig.
Meine P. ornata kommt oft herausgeschossen sobald ich die Frontscheibe nur sachte anhebe und reisst mir das Futter schon am Spalt von der Pinsette.
Ähnlich wie in disem Video:
Ich denke manche Tiere sind durchaus so Futtermotiviert dass sie auch am Ziel vorbeischießen wenn der Weg frei ist.
Für Anfänger würde ich dir Art nicht empfehlen, aber natürlich kann das Verhalten von Individuum zu Individuum unterschiedlich sein.
Und wenn man darauf vorbereitet ist ist es auch absolut kein Problem.
Diese Situation möchte man natürlich vermeiden, besonders wenn man alleine zuhause ist:
Ich würde dir auf jeden fall dazu raten so viele Bissberichte zu lesen wie du kannst bevor du dich für eine Species entscheidest.
Was hältst du denn von Linothele sp., das wäre doch auch eine Option?
Und ja, sie kacken IMMER die frontscheiben zu .
Viele Grüße,
Wolfram
Servus Zusammen,
sowas kommt vor allem bei Psalmopoeus häufiger vor, aber ja, auch bei anderen Arten kann es vorkommen.
Ist schon bekannt das es vorkommen kann:
https://arachnoboards.com/thre…lutch.345258/post-3178008
Bei P. irminia habe ich sogar schon von 3 aufeinanderfolgenden Kokons gehört.
Ich stell mir auch gerade vor wie sich eine Population von H. maculata so als Hauspinnen macht 😅 ...
Viel glück mit dem erfolgreichen Nachwuchs!
Cheers,
Wolfram
Hey Alveus,
das war mir eh klar.
So genau muss es nicht sein, es gibt da eh keine einheitliche Messmethode.
Ungefär reicht allemal, bzw. wenn möglich wäre auch eine genaue Carapax-Messung interessant. Das einzige wirklich vergleichbare Maß.
Danke,
Wolfram
Dann hoffe ich mal Alveus liest noch fleißig die neuen Nachrichten ^^.
Ich fürchte sie ist seit der Häutung vor 2-3 Monaten noch garnicht hochgekommen...
und die Schaben die ich ihr seit letztem Monat hineinsetzte werden auch nicht gefressen. Jetzt ist mal ein Schwarzkäfer drin.
aber wie gesagt bevor ich mir die Art zugelegt habe hatte ich bereits mit so einem Szenario gerechnet... die Videos von dem Briten "ArachnoTube" haben mich darauf vorbereitet.
Eventuell muss ich sie umstellen, denn die benachtbarte P. subfusca 'lowland', saß dann eigentlich immer genau Gegenüber im Nachtbarterrarium, kann sein dass das einschüchternd gewirkt hat.
Sie und die P. ornata haben mit der letzten Häutung auf jeden Fall um einiges an Größe zugelegt.
Viele Grüße,
Wolfram
Hey Irene,
hast du eigentlich je gemessen wie groß Sie schlussendlich geworden ist?
Mich würde vor allem die Beinspannweite interessieren.
Ich hab mein Mädl schon ewig nichtmehr gesehen. Nach ca. 2 Monaten hab ich mal reingeschaut und eine Haut in der Röhre gefunden aber die geht nach unten hin weiter und dort kann ich leider selbst mit einer Taschenlampe nicht um die Ecke sehen...
Aber auf sowas hatte ich mich bereits eingestellt, nur das Fütternt ist dadurch extrem schwierig, denn direkt in die Röhre möchte ich nichts hineinwerfen.
MfG,
Wolfram
Bestand 14.03.2024
Vogelspinnen
0.1.0. Brachypelma cf. boehmei (we will see)
0.2.0. Brachypelma hamorii (further examination of the spermathecae pending)
0.1.0. Bumba horrida (ex: cabocla)
1.0.2. Chilobrachys fimbriatus (RH 10/2023)
0.1.0. Chilobrachys dyscolus 'vietnam blue'
1.0.0. Chromatopelma cyaneopubescens
0.1.1. Grammostola rosea (NCF)
0.1.0. Hapalopus formosus (ex. sp. 'columbia large')
0.0.1. Heteroscodra maculata (suspect male)
0.0.7. Heterothele villosella
0.1.0. Lasiodora cf. benedeni (ex. difficilis)
0.0.1. Lasiodora klugi
0.3.6. Lasiodora parahybana (Slings ENZ 07/22)
0.2.0. Pamphobeteus sp. 'machala'
2.0.0. Pamphobeteus sp. 'platyomma'
0.0.1. Phormictopus auratus
1.0.0. Phormictopus sp. 'dominican purple'
1.0.0. Phormingochilus arboricola (RH 09/23)
0.0.1. Poecilotheria miranda (suspect male)
0.1.0. Poecilotheria ornata
2.0.0. Poecilotheria regalis
0.1.0. Poecilotheria subfusca 'lowland'
0.0.1. Poecilotheria tigrinawesseli (suspect male)
0.0.1. Thrixopelma ockerti
0.2.0. Tliltocatl albopilosus 'hobby form'
0.0.2. Tliltocatl schroederi
Andere Spinnen
0.0.1. Harmonicon oiapoqueae
1.1.1. Linothele megatheloides
0.0.x. Kukulcania hibernalis
Amblypygi
x.x.x. Euphrynichus bacillifer (haven't sexed them but mostly males i think)
Scorpiones
0.0.1. Heterometrus silenus (Wildfang NZ aus 2023)
1.0.0. Heterometrus cf. laoticus (Wildfang NZ aus 2022)
Myriapoda
0.0.1. Scolopendra dehaani 'red' (Vietnam)
0.0.1. Scolopendra dehaani (Vietnam)
Schaben
x.x.x. Blaptica dubia
x.x.x. Lucihormetica verrucosa (incredible for roach composting)
0.x.0. Polyphaga saussurei (parthenogenetic)
x.x.x. Shelfordella lateralis
